BD CHROMagar Orientation Medium

Transkrypt

1 GOTOWE PODŁOŻA HODOWLANE NA PŁYTKACH INSTRUKCJE STOSOWANIA PA wer.: Sep 2011 BD CHROMagar Orientation Medium PRZEZNACZENIE BD CHROMagar Orientation Medium jest nieselektywnym podłożem przeznaczonym do izolacji, bezpośredniej identyfikacji, różnicowania i analizy ilościowej patogenów występujących w układzie moczowym. Podłoże BD CHROMagar Orientation Medium umożliwia różnicowanie i identyfikację Escherichia coli i Enterococcus bez konieczności wykonywania badań potwierdzających. ZASADY I OBJAŚNIENIE PROCEDURY Metoda mikrobiologiczna. Escherichia coli, paciorkowce jelitowe oraz grupy Klebsiella-Enterobacter-Serratia i Proteus- Morganella-Providencia są najczęstszą przyczyną zakażeń układu moczowego (ZUM) % ZUM jest powodowanych przez E. coli w czystej hodowli lub w połączeniu z paciorkowcami jelitowymi. Staphylococcus saprophyticus i Streptococcus agalactiae spotyka się, choć rzadziej, w zakażeniach układu moczowego u kobiet. Ze względu na zróżnicowaną wrażliwość tych drobnoustrojów na antybiotyki, do skutecznego leczenia przeciwbakteryjnego niezbędna jest identyfikacja gatunków za pomocą serii testów biochemicznych. Jest to jedno z najbardziej czasochłonnych zadań w laboratoryjnym przetwarzaniu próbek moczu. Najczęściej izolowane gatunki lub grupy drobnoustrojów wytwarzają charakterystyczne enzymy. W związku z tym możliwa jest identyfikacja tych drobnoustrojów do poziomu gatunku za pomocą ograniczonej liczby testów na fermentację lub wykorzystanie substratów. 1,2 Niektóre z tych drobnoustrojów wytwarzają enzymy metabolizujące laktozę, glukozydy lub oba te związki jednocześnie, inne natomiast nie wytwarzają żadnego z tych enzymów. Na przykład E. coli wytwarza enzymy metabolizujące laktozę, lecz nie produkuje ß-glukozydazy. Inne bakterie z rodziny Enterobacteriaceae wytwarzają ß-glukozydazę, lecz nie zawierają enzymów niezbędnych do fermentacji laktozy, jeszcze inne natomiast mogą zawierać oba typy enzymów lub nie dysponować żadnym z nich. Beta-glukozydazy są także wytwarzane przez ziarenkowce Gram-dodatnie, takie jak Enterococcus spp. i Streptococcus agalactiae. Dezaminaza tryptofanu (TDA) jest charakterystycznym enzymem napotykanym w grupie bakterii Proteus-Morganella- Providencia. Badania skuteczności wykazały, że podłoże BD CHROMagar Orientation Medium przewyższa powszechnie używane podłoża różnicujące do izolowania, różnicowania i analizy ilościowej patogenów ZUM, takie jak agar CLED lub połączenie agaru z krwią i agaru MacConkey a. 3-5 Podłoże BD CHROMagar Orientation Medium umożliwia identyfikację E. coli i paciorkowców jelitowych bezpośrednio na płytce do izolowania; co więcej, możliwa jest wstępna identyfikacja większości szczepów Staphylococcus saprophyticus i S. agalactiae, jak również grup Klebsiella- Enterobacter-Serratia (=KES) i Proteus-Morganella-Providencia (=PMP) na podstawie zabarwienia kolonii i podłoża. Ze względu na to, że podłoże BD CHROMagar Orientation Medium jest nieselektywne, obserwuje się na nim także wzrost innych patogenów ZUM, lecz do ich identyfikacji konieczne jest już wykonanie testów biochemicznych. Podłoże CHROMagar Orientation Medium zostało opracowane przez A. Rambacha i jest sprzedawane przez firmę BD Diagnostic Systems na podstawie licencji CHROMagar, Paryż, Francja. Źródłem składników odżywczych w podłożu BD CHROMagar Orientation Medium są specjalnie dobrane peptony. Mieszanka chromogenów składa się z substratów sztucznych (chromogenów), które w wyniku rozkładu przez określone enzymy bakteryjne tworzą związki o PA

2 różnym zabarwieniu, co umożliwia bezpośrednie różnicowanie pewnych gatunków lub wykrywanie pewnych grup drobnoustrojów przy ograniczeniu testów potwierdzających do minimum. ODCZYNNIKI BD CHROMagar Orientation Medium Skład* w przeliczeniu na jeden litr wody oczyszczonej Chromopepton 16,1 g Mieszanka chromogenów 1,3 Agar 15,0 ph 6,9 ± 0,2 *Skorygowany i (lub) uzupełniony zgodnie z wymaganiami mającymi na celu spełnienie kryteriów wydajności. ŚRODKI OSTROŻNOŚCI. Wyłącznie do zastosowań profesjonalnych. Nie należy używać płytek, jeżeli są na nich widoczne oznaki skażenia mikrobiologicznego, odbarwienia, wyschnięcia, pęknięcia lub inne zjawiska wskazujące na pogorszenie jakości. Procedury aseptycznej techniki pracy z produktem, zagrożenia biologiczne oraz usuwanie zużytego produktu opisano w dokumencie OGÓLNE INSTRUKCJE DOTYCZĄCE STOSOWANIA. PRZECHOWYWANIE I DOPUSZCZALNY OKRES PRZECHOWYWANIA Po otrzymaniu, płytki należy przechowywać w ciemnym miejscu w temperaturze od 2 do 8 C, w ich oryginalnym opakowaniu izolującym do chwili użycia. Unikać zamrażania i przegrzewania. Posiewu na płytki można dokonywać aż do daty ważności (patrz etykieta na opakowaniu) i inkubować w zalecanych czasach inkubacji. Płytek z otwartych stosów zawierających po 10 płytek można używać przez okres jednego tygodnia, przechowując w czystym miejscu w temperaturze od 2 do 8 C. KONTROLA JAKOŚCI PRZEZ UŻYTKOWNIKA Podłoża zaszczepia się reprezentatywnymi próbkami wymienionych szczepów (szczegółowe informacje zobacz dokument OGÓLNE INSTRUKCJE DOTYCZĄCE STOSOWANIA). Płytki inkubuje się w położeniu odwróconym, w temperaturze C, w atmosferze tlenowej, przez okres godzin. Szczepy bakteryjne Escherichia coli ATCC Enterobacter cloacae ATCC Proteus mirabilis ATCC Enterococcus faecalis ATCC Streptococcus agalactiae ATCC Staphylococcus aureus ATCC Staphylococcus saprophyticus ATCC (=NCTC 10516) Bez posiewu Wzrost Wzrost dobry lub bardzo dobry; kolonie średniej wielkości lub duże, ciemnoróżowe do różowych, przejrzyste Wzrost dobry lub bardzo dobry; kolonie średniej wielkości, ciemnoniebieskie, mogą występować fioletowe obwódki Wzrost dobry lub bardzo dobry; kolonie średniej wielkości, blade do beżowych, otoczone bursztynową lub brązową obwódką; w obszarach intensywnego wzrostu podłoże może być całkowicie bursztynowe lub brązowe. Częściowe lub całkowite zahamowanie stopniowego wzrostu kolonii. Wzrost dobry lub bardzo dobry; kolonie małe, niebieskozielone do niebieskich Wzrost dobry lub bardzo dobry; kolonie bardzo małe lub małe, jasnoniebieskozielone do jasnoniebieskich, mogą występować obwódki Wzrost dobry lub bardzo dobry; kolonie średniej wielkości lub małe, naturalne zabarwienie (białe lub kremowe) Wzrost dość dobry lub dobry; kolonie małe, matowe, jasnoróżowe do różowych Bezbarwne do jasnobursztynowego, przejrzyste PA

3 PROCEDURA Dostarczane materiały Podłoże BD CHROMagar Orientation Medium (płytki Stacker o śr. 90 mm). Sprawdzane pod kątem obecności mikroorganizmów. Materiały niedostarczane Pomocnicze pożywki hodowlane, odczynniki i wyposażenie laboratoryjne zgodnie z wymaganiami. Typy próbek Opisywane podłoże służy wyłącznie do analizy ilościowej i różnicowania bakterii obecnych w moczu. Można stosować mocz ze strumienia środkowego lub z cewnika, bądź mocz pobrany drogą nakłucia nadłonowego (zobacz także CHARAKTERYSTYKA WYNIKÓW I OGRANICZENIA DOTYCZĄCE PROCEDURY). Podczas pobierania próbek moczu należy przestrzegać zasad techniki aseptycznej. Mocz należy posiać bezpośrednio na podłożu (nie później niż 2 godziny po pobraniu) bądź przechowywać w chłodziarce (nie dłużej niż przez 24 godziny), aby uniknąć nadmiernego wzrostu czynników zakaźnych i zanieczyszczających przed wykonaniem posiewu. Procedura testowa Aby uzyskać izolowane kolonie o typowym zabarwieniu i kształcie należy obowiązkowo korzystać z kalibrowanych ez lub innych powszechnie stosowanych technik wykonywania posiewów z próbek moczu. Pobrać próbkę nierozcieńczonego, dobrze wymieszanego moczu za pomocą ezy kalibrowanej (0,01 lub 0,001 ml). Należy dopilnować, by na ezie znajdowała się właściwa ilość próbki. Wykonać posiew próbki pojedynczym pociągnięciem przez środek płytki, a następnie dodatkowo rozprowadzić tak zaszczepione inokulum. 6,7 Zaszczepione płytki inkubuje się w położeniu odwróconym, w temperaturze C, w atmosferze tlenowej, przez okres godzin. Przed inkubacją oraz podczas niej należy ograniczyć do minimum ekspozycję na światło, gdyż może ono zniszczyć układ chromogenów. Po wystąpieniu zabarwienia kolonii ekspozycja na światło jest dopuszczalna. Wyniki Po inkubacji na płytkach powinny pojawić się pojedyncze kolonie w miejscach posiewu odpowiednio rozcieńczonego inokulum. Tabela 1 i schemat 1 zawierają informacje na temat identyfikacji i różnicowania drobnoustrojów; można je także traktować jako wytyczne odnośnie wykonywania dodatkowych testów potwierdzających. Wyniki można potwierdzić, wykonując barwienie metodą Grama lub badanie mikroskopowe. PA

4 Tabela 1 Wytyczne do identyfikacji w oparciu o różne zabarwienie kolonii Drobnoustroje Wygląd na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium E. coli a Kolonie średniej wielkości lub duże, ciemnoróżowe lub różowe, przejrzyste, w otaczającym podłożu mogą być widoczne obwódki Grupa KES b Kolonie średniej wielkości, niebieskie lub ciemnoniebieskie, mogą występować fioletowe obwódki Grupa PMP c Kolonie blade do beżowych, z brązowymi obwódkami d Enterococcus Kolonie małe, niebieskozielone S. agalactiae Kolonie jasnoniebieskozielone lub niebieskie, bardzo małe lub małe, mogą występować obwódki S. saprophyticus Kolonie jasnoróżowe lub różowe, małe, (większość matowe, mogą występować obwódki szczepów) Inne (w tym Zabarwienie naturalne (kremowe) drożdże) Przypisy a h przedstawiono pod schematem 1 Testy potwierdzające (Niezbędne do dalszego różnicowania) BBL CRYSTAL E/NF do różnicowania w obrębie rodzaju Indol, H 2 S e, ODC f, BBL CRYSTAL E/NF do różnicowania w obrębie rodzaju PYR g Krążek z 5 µg nowobiocyny h Odpowiednie testy do identyfikacji biochemicznej lub serologicznej Testy potwierdzające Należy wykonać niezbędne testy potwierdzające (tabela 1, schemat 1). Nie należy nanosić żadnych odczynników identyfikacyjnych bezpośrednio na kolonie na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium. Zamiast tego należy wykonywać testy na bibule filtracyjnej przy użyciu materiału pobranego z odpowiednich kolonii. W przypadku kolonii E. coli, które są ciemnoróżowe lub różowe, a przy tym bardzo małe lub małe, nie należy używać odczynnika indolowego Kovacsa, gdyż kolor kolonii może interferować z czerwonym zabarwieniem wskazującym na dodatni wynik testu indolowego; zamiast tego należy użyć odczynnika indolowego z aldehydem dimetyloaminocynamonowym (DMACA) (zabarwienie zielone = wynik dodatni). W przypadku stosowania innych testów potwierdzających lub systemów identyfikacji biochemicznej należy przestrzegać instrukcji dołączonych do tych testów lub systemów. Testy potwierdzające dla Enterococcus należy wykonywać tylko wówczas, gdy konieczne jest ustalenie gatunku, a nie tylko rodzaju. Schemat 1: Wytyczne odnośnie wykonywania testów identyfikujących wybrane drobnoustroje Wygląd kolonii Małe, różowe, matowe Krążek z 5 µg nowobiocyny Bezbarwne do beżowych; podłoże pomarańczowobrązowe Grupa PMP wrażliwe S. intermedius, S. simulans oporne S. saprophyticus, S. xylosus Test zielony (dodatni) indolowy z DMACA i H 2 S-dodatni e H 2 S-ujemny e bezbarwny do różowego (ujemny) ODC-dodatni f ODC-ujemny f BBL CRYSTAL GP do różnicowania w obrębie rodzaju P. vulgaris Providencia spp., Morganella spp. P. mirabilis P. penneri PA

5 a Zobacz Ograniczenia procedury b KES = grupa Klebsiella-Enterobacter-Serratia c PMP = grupa Proteus-Morganella-Providencia d Zabarwienie bursztynowobrązowe powstaje na skutek działania dezaminazy tryptofanu (TDA), którą wytwarzają wszystkie drobnoustroje z grupy PMP. Około 50% szczepów P. vulgaris wytwarza kolonie niebieskie na podłożu bursztynowym lub brązowym. e Tradycyjny test na siarkowodór. f Tradycyjny test na dekarboksylazę ornityny. g Test z piroglutaminianem na arylamidazę pirolidonylu. h Należy wykonać posiew wyizolowanego szczepu na podłożu Mueller Hinton II Agar. Na zaszczepionej płytce należy umieścić nowobiocynę (krążek 5 µg). Płytki inkubuje się przez okres godzin, w temperaturze C, a następnie określa się strefę zahamowania wzrostu. (oporne: 16 mm, wrażliwe: > 16 mm). i DMACA= Odczynnik z aldehydem dimetyloaminocynamonowym do wytwarzania indolu. Nanieść odczynnik na bibułę filtracyjną i rozetrzeć jedną kolonię na obszarze bibuły filtracyjnej, gdzie znajduje się odczynnik. Odczekać s. Zabarwienie zielone wskazuje na produkcję indolu (czerwone lub bezbarwne = wynik ujemny). Obliczanie i interpretacja wyników 6,7 Obliczyć ilość kolonii (cfu) na płytce. W przypadku użycia ezy 0,01 ml, każda kolonia oznacza 100 CFU/ml, natomiast w przypadku użycia ezy 0,001 ml, każda kolonia odpowiada 1000 CFU/ml moczu. 7 Mocz ze środkowego strumienia i z cewnika: Według aktualnych wytycznych, pojedynczy wynik oznaczenia 10 5 cfu/ml wskazuje na występowanie zakażenia, wynik <10 5 cfu/ml wskazuje na zanieczyszczenie cewki moczowej lub pochwy, a wynik z zakresu cfu/ml wymaga ponownej oceny w oparciu o informacje kliniczne. 7 Bakterie zanieczyszczające zwykle występują w niewielkich ilościach i wykazują zróżnicowaną morfologię kolonii. Mocz pobierany drogą nakłucia nadłonowego: Ze względu na to, że u osób bez zakażenia zawartość pęcherza moczowego jest sterylna, każda wykryta CFU oznacza zakażenie. Na opisywanym podłożu patogeny układu moczowego występują zwykle w dużych ilościach, wykazując jednolitą morfologię i zabarwienie kolonii. CHARAKTERYSTYKA WYNIKÓW I OGRANICZENIA DOTYCZĄCE PROCEDURY BD CHROMagar Orientation Medium jest podłożem chromogennym przeznaczonym do bezpośredniej identyfikacji, różnicowania i analizy ilościowej patogenów występujących często w układzie moczowym. Opisywane podłoże jest przeznaczone do izolowania wielu gatunków bakterii wykazujących wzrost w warunkach tlenowych, takich jak Enterobacteriaceae, Pseudomonas i inne niefermentujące pałeczki Gram-ujemne, paciorkowce jelitowe, gronkowce i wiele innych drobnoustrojów występujących w próbkach moczu. Badania skuteczności wykazały, że podłoże BD CHROMagar Orientation Medium przewyższa inne podłoża różnicujące wykorzystywane do izolowania, różnicowania i analizy ilościowej patogenów ZUM, takich jak agar CLED lub połączenie agaru z krwią i agaru MacConkey a. 3-5 Podłoże BD CHROMagar Orientation Medium umożliwia różnicowanie i identyfikację E. coli i paciorkowców jelitowych bez konieczności wykonywania badań potwierdzających, w oparciu o kryteria identyfikacji określone w standardzie CLSI M35-A Skrócona identyfikacja bakterii i drożdży; zatwierdzone wytyczne. 8 Możliwa jest wstępna identyfikacja S. saprophyticus, S. agalactiae oraz grup Klebsiella-Enterobacter-Serratia (KES) i Proteus-Morganella-Providencia (PMP) na podstawie morfologii kolonii, ich zabarwienia oraz przebarwień podłoża. Jako że większość częstych zakażeń układu moczowego jest spowodowana przez E. coli i paciorkowce jelitowe, zastosowanie opisywanego podłoża znacznie skraca nakład pracy i czas niezbędny do wykonania posiewów i odczytu w systemach identyfikacji, które są konieczne w przypadku stosowania tradycyjnych podłoży. PA

6 Wyniki badań skuteczności 4,9,10 Skuteczność mikrobiologiczna podłoża BD CHROMagar Orientation Medium oraz konkurencyjnego podłoża z chromogenami została porównana z podłożem Columbia agar with 5% sheep blood i agarem MacConkey'a bez fioletu metylowego w analizie ilościowej i wstępnej identyfikacji bakterii odpowiedzialnych za zakażenia układu moczowego. 4 Spośród łącznej liczby 658 klinicznych próbek moczu, w 118 próbkach nie zaobserwowano wzrostu, w 402 próbkach wzrost wynosił 10 5 CFU/ml, a w 138 próbkach liczba komórek wynosiła <10 5 CFU/ml. Wśród próbek, w których liczba komórek wynosiła 10 5 CFU/ml, 163 było czystymi hodowlami, a 239 zawierało florę mieszaną. Na obu podłożach z chromogenami uzyskano łącznie 266 izolowanych szczepów Escherichia coli, na agarze z krwią uzyskano 260 szczepów, a na agarze MacConkey a uzyskano 248 szczepów. Jeden szczep (0,4%) nie wytworzył spodziewanego różowego zabarwienia na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium, a 23 szczepy (8,7%) nie wytworzyły spodziewanego różowego zabarwienia na podłożu konkurencyjnym. Na obu podłożach z chromogenami (BD CHROMagar Orientation Medium, n = 266; podłoże konkurencyjne, n = 265) paciorkowce jelitowe tworzyły małe, niebieskozielone kolonie. Pięćdziesiąt spośród hodowli mieszanych zawierało paciorkowce jelitowe, które zostały wykryte tylko na podłożach z chromogenami. Grupy Klebsiella-Enterobacter-Serratia (KES) i Proteus- Morganella-Providencia (PMP) można było zidentyfikować na obu podłożach z chromogenami. Spośród 66 izolowanych szczepów w grupie KES, 63 wykazywały oczekiwane zabarwienie kolonii na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium, a 58 z 64 szczepów wykazywało oczekiwane zabarwienie na podłożu konkurencyjnym. Pozostałe drobnoustroje wymagały dalszych testów identyfikacyjnych. W drugim badaniu skuteczności, w którym użyto 421 klinicznych próbek moczu, z których z 286 wyhodowano bakterie lub drożdże, podłoże BD CHROMagar Orientation Medium zostało porównane z podłożem BD Columbia Agar with 5% Sheep Blood. 9 Na podłożu z chromogenami uzyskano 483 wyizolowane szczepy, a na podłożu agarowym z krwią wyizolowano 447 szczepów. Szczepy zostały zidentyfikowane biochemicznie. Wśród szczepów E. coli, 95% zostało zidentyfikowanych prawidłowo na podstawie różowego zabarwienia ich kolonii, natomiast kolonie pozostałych szczepów E. coli nie były zabarwione. Wszystkie wyizolowane szczepy Enterococcus spp. tworzyły typowe niebieskie lub niebieskozielone kolonie. Wyizolowane szczepy Streptococcus agalactiae tworzyły kolonie bardzo małe, jasnoniebieskie do niebieskozielonych. Były one odróżniane od paciorkowców jelitowych na podstawie ujemnego wyniku testu PYR. Wszystkie wyizolowane szczepy Staphylococcus saprophyticus i S. simulans tworzyły małe, różowe, nieprzejrzyste kolonie i były różnicowane za pomocą testu z nowobiocyną i identyfikowane do poziomu gatunku za pomocą testów biochemicznych. W prowadzonym metodą ślepej próby badaniu ponad 900 szczepów bakterii pochodzących z moczu, czułość i swoistość identyfikacji E. coli na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium na podstawie zabarwienia i morfologii kolonii wynosiły odpowiednio 97% i 99%; dla rodzaju Enterococcus czułość i swoistość identyfikacji wynosiły odpowiednio 99% i 97% (zobacz tabelę). 10 Drobnoustroje Czułość % (95% przedział ufności) E. coli 277/286 96,9% (94,1 98,6%) Enterococcus 319/324 98,5% (96,4 99,5%) Swoistość % (95% przedział ufności) 638/645 98,9% (97,8 99,6%) 603/622 97% (95,3 98,2%) Ograniczenia procedury Ze względu na to, że opisywane podłoże jest nieselektywne, obserwuje się na nim także wzrost innych patogenów ZUM. Kolonie o naturalnym zabarwieniu, które na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium nie reagują z substratami chromogennymi, należy dalej różnicować za pomocą odpowiednich testów biochemicznych lub serologicznych. Należy zapoznać się z piśmiennictwem. 1,2 PA

7 Kolonie E. coli, które są ciemnoróżowe lub różowe, a przy tym bardzo małe lub małe, wymagają wykonania dodatkowych testów potwierdzających, takich jak test z indolem (odczynnik indolowy DMACA). Pałeczki Gram-ujemne nienależące do grupy KES mogą tworzyć na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium duże, niebieskie kolonie, w związku z czym ich identyfikacja także wymaga wykonania dodatkowych testów biochemicznych. 11 W bardzo rzadkich przypadkach w moczu może występować Listeria monocytogenes lub inne gatunki z rodzaju Listeria (np. po poronieniu spowodowanym przez te drobnoustroje). Listeria tworzy małe, niebieskie lub niebieskozielone kolonie, które dają ujemny wynik w teście PYR, przypominając Streptococcus agalactiae. W związku z tym może być wskazane wykonanie barwienia metodą Grama wszystkich szczepów, które na opisywanym podłożu tworzą bardzo małe lub małe, niebieskie lub niebieskozielone kolonie, dające ujemny wynik w teście PYR. Obecność pałeczek Gram-dodatnich może wskazywać na rodzaj Listeria, lecz do potwierdzenia jego identyfikacji konieczne jest wykonanie dodatkowych testów biochemicznych. W bardzo rzadkich przypadkach obserwuje się różowe kolonie szczepów Aeromonas hydrophila. Drobnoustroje te można odróżnić od E. coli na podstawie reakcji oksydazowej (Aeromonas = dodatnia, E. coli = ujemna). Okazjonalnie spotyka się małe, różowe, nieprzejrzyste kolonie koagulazoujemnych gronkowców innych niż S. saprophyticus, np. S. simulans, S. xylosus i S. intermedius. W związku z tym w przypadku tego typu szczepów konieczne jest wykonanie dodatkowych testów (zobacz schemat 1). Na podłożu BD CHROMagar Orientation Medium nie obserwuje się wzrostu drobnoustrojów o wysokich wymaganiach odżywczych, takich jak Neisseria, Haemophilus i Mycoplasma spp. Nie opisywano wykorzystywania tego podłoża do próbek pochodzenia klinicznego i nieklinicznego innych niż próbki moczu. Przed użyciem podłoża BD CHROMagar Orientation Medium po raz pierwszy zaleca się sprawdzić typowy wygląd kolonii przy użyciu określonych szczepów, np. szczepów wymienionych w części KONTROLA JAKOŚCI PRZEZ UŻYTKOWNIKA. PIŚMIENNICTWO 1. Isenberg, H.D. (ed.) Clinical Microbiology Procedures Handbook, vol. 1. American Society for Microbiology. Washington, DC. 2. Forbes, B.A., D.F. Sahm, and A.S. Weissfeld Bailey & Scott s diagnostic microbiology, 10th ed. Mosby, Inc., St. Louis. 3. Merlino, J., S. Siarakas, G. J. Robertson, G. R. Funnell, T. Gottlieb, and R. Bradbury Evaluation of CHROMagar Orientation for differentiation and presumptive identification of gramnegative bacilli and Enterococcus species. J. Clin. Microbiol. 34: Hengstler, K.A., R. Hammann, and A.-M. Fahr Evaluation of BBL CHROMagar Orientation medium for detection and presumptive identification of urinary tract pathogens. J. Clin. Microbiol. 35: Samra, Z., M. Heifetz, J. Talmor, E. Bain, and J. Bahar Evaluation of use of a new chromogenic agar in detection of urinary tract pathogens. J. Clin. Microbiol. 36: Clarridge, J.E., M.T. Pezzlo, and K.L. Vosti Cumitech 2A, Laboratory diagnosis of urinary tract infections. Coordinating ed., A.S. Weissfeld. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 7. Forbes, B.A., and P.A. Granato. Processing specimens for bacteria In: Murray, P. R., E. J. Baron, M. A. Pfaller, F. C. Tenover, and R. H. Yolken (ed.). Manual of clinical microbiology, 6th ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 8. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI, formerly NCCLS). Approved Guideline M35. Abbreviated identification of bacteria and yeast, CLSI, Wayne, PA.Search for latest version at 9. Data on file. BD Diagnostic Systems Europe, Heidelberg, Germany. 10. Data on file. BD Diagnostic Systems, Sparks, MD, USA. 11. Abbott, S.L Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter, Serratia, Plesiomonas, and other Enterobacteriaceae. In: Murray, P. R., E. J. Baron, J.H. Jorgensen, M. A. Pfaller, and R. H. Yolken (ed.). Manual of clinical microbiology, 8th ed. American Society for Microbiology, Washington, D.C. PA

8 PAKOWANIE / DOSTĘPNOŚĆ BD CHROMagar Orientation Medium Nr katalogowy Gotowe podłoża na płytkach hodowlanych, cpu 20 Nr katalogowy Gotowe podłoża na płytkach hodowlanych, cpu 120 DODATKOWE INFORMACJE W celu uzyskania dodatkowych informacji należy się skontaktować z lokalnym przedstawicielem firmy BD. Becton Dickinson GmbH Tullastrasse 8 12 D Heidelberg/Germany Phone: Fax: Reception_Germany@europe.bd.com CHROMagar is a trademark of Dr. A. Rambach. ATCC is a trademark of the American Type Culture Collection BD, BD Logo and all other trademarks are property of Becton, Dickinson and Company BD PA