BIOLOGIA KOMÓRKI. Analiza żywotności komórek w warunkach in vitro

Transkrypt

1 BIOLOGIA KOMÓRKI Analiza żywotności komórek w warunkach in vitro

2 Wstęp Każda komórka jest układem termodynamicznie otwartym wymieniającym ze swym otoczeniem materię i energię. Wymiana ta odbywa się poprzez błonę komórkową, której właściwości w dużej mierze decydują o kontrolowaniu przez komórkę swego środowiska, co jest niezbędnym warunkiem koordynacji wewnątrzkomórkowych procesów metabolicznych. Ponieważ wszystkie trwałe uszkodzenia błony komórkowej prowadzą do śmierci komórki, większość testów żywotności (witalności) komórek hodowanych in vitro, nastawiona być powinna na określenie jej integralności. Z drugiej szereg technik mierzy stan metaboliczny komórki, w ten sposób wskazując na potencjalną zdolność komórki do prawidłowej aktywności metabolicznej, a w konsekwencji do wzrostu i podziału. Testy, które wykorzystują naturalną właściwość błony komórkowej jako bariery dla związków powinny być w fizjologicznym ph anionami. Nie wnikają one do żywych komórek ze względu na ujemny ładunek nieuszkodzonej błony, ale po śmierci komórki (gdy błona zostanie trwale uszkodzona i następuje zanik potencjału pomiędzy zewnętrzną a wewnętrzną stroną błony) przenikają do wnętrza komórki barwiąc cytoplazmę lub/i jądro. Najpowszechniej stosowanym barwnikiem z tej grupy jest błękit trypanu (pełna nazwa; Ryc. 1), który wybarwia komórki martwe na kolor niebieski, choć należą do niej jeszcze m.in. zieleń lizaminowa, eozyna Y i erytrozyna B. Ryc.1. Wzór strukturalny błękitu trypanu. Podejściem alternatywnym do technik wykorzystujących wyżej wymienione związki jest zastosowanie substancji, które w formie zestryfikowanej swobodnie penetrują nienaruszoną błonę komórkową, natomiast ich de-estryfikacja powoduje wytrącenie w formie wolnej. Prowadzi to do znacznego nagromadzania substancji w cytoplazmie, co wynika to z ich słabej rozpuszczalności w roztworach wodnych w zakresie ph występującego w komórce, braku wpływu na wartości osmotyczne wnętrza komórki oraz niezdolności do przenikania przez nieuszkodzona błonę komórkową. Ryc.2. Rozkład dwuoctanu fluoresceiny przez esterazy Przykładem takich substancji jest calceinaam i dwuoctan fluoresceiny. M.in. ze względu na cenę, najpowszechniej stosowany jest ten drugi związek. Koncentracja 2

3 fluoresceiny w komórce możliwa jest wyłącznie gdy: (i) błona komórkowa jest nienaruszona i (ii) w komórce aktywne są enzymy, w tym te z grupy esteraz. Taka komórka widoczna jest w mikroskopie fluorescencyjnym, gdyż fluoresceina w niej zawarta emituje światło zielone integralności błony komórkowej lub uszkodzenie aparatu enzymatycznego komórki powoduje bardziej lub mniej gwałtowną dyfuzję fluoresceiny do otaczającego środowiska, przez co komórka staje się niewidoczna. Z drugiej strony, często konieczna jest wizualizacja komórek martwych, która możliwa jest dzięki zastosowaniu barwników w minimalnym stopniu zdolnych do penetracji nienaruszonych błon komórkowych, natomiast akumulujących się w uszkodzonych (martwych) komórkach dzięki ich zdolności do wiązania się (interkalacji; z łac. intercalare oznacza wsuwać się ; sposób wiązania płaskich heterocyklicznych, aromatycznych układów pomiędzy pary zasad w podwójnej helisie DNA.) z kwasami nukleinowymi. W testach tych stosuje się np. jodek propydyny, oranż akrydyny a przede wszystkim bromek etydyny, w procedurach podwójnego przyżyciowego podwójnego barwienia z dwuoctanem fluoresceiny, co umożliwia jednoczesną identyfikację komórek żywych i martwych. Wynika to również z faktu, iż bromek etydyny w wyniku wzbudzenia światłem zielonym emituje światło pomarańczowo-czerwone. Reasumując, w precyzyjnych pomiarach żywotności komórek (np. przy ocenie cytotoksyczności badanych związków) warto skompilować 2 różne testy witalności np. test z błękitem trypanu i test z dwuoctanem fluoresceiny i bromkiem etydyny lub test z czerwienią obojętna i test z test z błękitem trypanu itp. Rys.3. Wzór strukturalny bromku etydyny. Podczas pracy z bromkiem etydyny należy zachować szczególną ostrożność gdyż jest on związkiem o silnym działaniu mutagennym i kancerogennym. Testy MTT i LDH Innymi dość powszechnie stosowanymi procedurami analizy żywotności komórek są testy określające funkcje poszczególnych organelli komórkowych np. wakuoli i mitochondriów. W tym pierwszym układzie wykorzystuje się czerwień obojętną, która wnika do komórki żywej i akumuluje się we wnętrzu organelli o kwaśnym ph (endosomy, lizosomy) natomiast uwalnia się do cytoplazmy w komórkach martwych. Proces ten można obserwować w mikroskopie fluorescencyjnym. Powszechnie stosowanym testem z tej grupy jest test MTT, który umożliwia pomiar aktywności przemian energetycznych w mitochondriach. Mierzy on żywotność komórek za pomocą testu redukcji soli tetrazolowej (MTT - substratu rozpuszczalnego w wodzie, o zabarwieniu białym lub żółtym) do nierozpuszczalnego formazanu (o zabarwieniu ciemno-niebieskim). Ilość barwnego zredukowanego MTT jest proporcjonalna do aktywności oksydacyjnej mitochondriów komórki, a w ściśle określonych 3

4 warunkach doświadczalnych do liczby aktywnych metabolicznie (żywych) komórek w populacji. Test MTT może być używany do określania żywotności komórek szczególnie w populacjach komórek już nie dzielących się, ale aktywnych metabolicznie. Musi jednak być stosowany z dużą ostrożnością, gdyż wiele komórek żywych może nie wykazywać aktywności oksydacyjnej mitochondriów. redukcja Rys 4. Zasada testu MTT. Sole tetazolowe są redukowane do formazanu dzięki działaniu dehydrogenazy bursztynianowej, enzymu aktywnego tylko w komórkach o nienaruszonym metabolizmie i łańcuchu oddechowym. Ilość formazanu zostaje obliczona kolorymetrycznie i koreluje z liczbą żywych komórek. Kolejnym testem z tej grupy jest test LDH. Służy on do oceny stopnia toksyczności badanej substancji względem komórek przylegających do podłoża. Metoda ta oparta jest na reakcjach enzymatycznych w wyniku których powstaje barwny produkt, oznaczany spektrofotometrycznie przy użyciu czytnika ELSA. Dehydrogenaza mleczanowa (LDH) jest enzymem cytozolowym, który w warunkach fizjologicznych nie jest uwalniany do środowiska. Uszkodzenie mechaniczne błony plazmatycznej oraz śmierć komórki spowodowana działaniem czynników szkodliwych np. substancji chemicznych czy też czynników fizycznych, powoduje uwolnienie LDH z komórek do środowiska. Oznaczenie aktywności LDH w supernatancie jest miarą toksyczności badanej substancji względem komórek w hodowli. Reakcje enzymatyczne w opisanej metodzie zachodzą w dwóch etapach: w pierwszym etapie mleczan przekształcany jest do pirogronianu, reakcję tę katalizuje LDH uwolniona z komórek, która przenosi H+ z mleczanu na NAD+. W drugim etapie diaforaza katalizuje przeniesienie H+ z NADH/H+ na tetrazolonę, która ulega redukcji do formazanu. Metoda ta pozwala w sposób prosty i jednoznaczny określić czy dana substancja powoduje uszkodzenie błony plazmatycznej komórek, a w konsekwencji ich śmierć. LDH MLECZAN NAD+ NADPH+H+ PIOGRONIAN FORMAZAN Diaforeza TETRAZOLINA Rys.5. Zasada testu LDH. 4

5 Ćwiczenie ma na celu praktyczne zapoznanie się z wybranymi testami żywotności komórek (wykonanie testów z błękitem trypanu oraz z dwuoctanem fluoresceiny i bromkiem etydyny), porównanie wyników uzyskanych 2 różnymi testami i przeprowadzenie poprawnej analizy otrzymanych wyników. Materiały 1. Hodowle komórek nowotworowych - melanoma B16 lub sarkoma XC - komórki wysiane w małych szalkach Petriego (lub probówkach hodowlanych- skosach ) w pożywce MEM z 10% SB (surowicą bydlęcą) i antybiotykiem 2. Błękit trypanu (1% roztwór barwnika w PBS) 3. Dwuoctan fluoresceiny (25 g/ml PBS) 4. Bromek etydyny (1 mg/ml PBS) 5. 96% alkohol etylow 6. Pożywka hodowlana: MEM z 10% FCS i antybiotykiem lub MEM z 10% SB i antybiotykiem (zależy od typu komórek) 7. 0,25% trypsyna w PBS 8. PBS Wykonanie ćwiczenia: 1. Przygotować mikroskop MB 30S do pracy w jasnym polu i kontraście-faz (dla obiektywu PhS 20x) 2. Przygotować (w probówkach) po 5 ml roztworów: 5% i 15% alkoholu etylowego (rozcieńczyć 96% wyjściowy roztwór alkoholu płynem hodowlanym MEM z 10% surowicą, tak aby końcowa objętość wynosiła 5 ml). 3. Wybrać do doświadczeń 1 linię komórek z przygotowanych hodowli in vitro i oglądnąć komórki pod mikroskopem odwróconym. 4. W jednym naczyniu z komórkami zmienić pożywkę hodowlaną na pożywkę zawierającą 5% alkoholu; naczynie umieścić w cieplarce w 37 C na 20 min. 5. W drugim naczyniu z komórkami zmienić pożywkę hodowlaną na pożywkę zawierającą 15% alkoholu; naczynie umieścić w cieplarce na 20 min. 6. W tym czasie z określić wyjściową żywotność komórek w hodowli (kontrola) wykorzystać trzecie naczynie hodowlane z komórkami. W tym celu : a) zlać płyn z nad komórek do próbówki wirówkowej b) przepłukać komórki ciepłym PBS c) oderwać komórki od podłoża przez trypsynizację (dodać 0,5ml 0,25% trypsyny w PBS na około1 min) d) zawiesić komórki w pożywce hodowlanej (doda ć 2 ml pożywki MEM z 10% z surowicą i starannie wymieszać), zawiesinę komórek wlać do próbówki z nadsączem, uzupełnić pożywką do 5ml i starannie wymieszać; e) komórki odwirować (1000obr/min, przez 5 min); nadsącz zlać, a komórki zawiesić w 0,3ml pożywki i dokładnie rozpipetować f) w przygotowanej zawiesinie oznaczyć żywotność komórek 2 sposobami: testem z błękitem trypanu oraz - testem z dwuoctanem fluoresceiny i bromkiem etydyny. 5

6 7. Po zakończonej inkubacji komórek w pożywce z 5% alkoholem oznaczyć żywotność komórek testem z błękitem trypanu oraz testem z dwuoctanem fluoresceiny i bromkiem etydyny (postępując analogicznie jak w punkcie 6). 8. Analogicznie postąpić z komórkami inkubowanymi w pożywce z 15% alkoholem. 9. Porównać wszystkie otrzymane wyniki. Jakie błędy popełnia się przy stosowaniu poszczególnych testów? Test żywotności z błękitem trypanu 1. na 2 min, a następnie przykryć czystym szkiełkiem nakrywkowym. 2. Policzyć w mikroskopie MB30S (w jasnym polu) komórki niezabarwione (żywe) i zabarwione na kolor niebieski (martwe). Określić wyjściową żywotność komórek w hodowli. Test żywotności z dwuoctanem fluoresceiny i bromkiem etydyny 1. Na wyczyszczone szkiełko podstawowe (do fluorescenc ji) dać kroplę (10 l) mieszaniny 1:1 roztworów dwuoctanu fuoresceiny (FDA) i bromku etydyny i kroplę (10 l) zawiesiny komórek (delikatnie wymieszać); przykryć czystym szkiełkiem nakrywkowym do fluorescencji. 2. Po 3 minutach policzyć w mikroskopie fluorescencyjnym BIOLAR FL (w świetle niebiesko-fioletowym) komórki świecące na kolor zielony (żywe) i świecące na kolor czerwony (martwe). Uwaga: fluorescencję komórek oglądać przy włączonych filtrach 1 i 3, a wszystkie komórki oglądać przy włączonym filtrze 8 ( a wyłączonych filtrach 1 i 3). Określić wyjściową żywotność komórek w hodowli. Żywotność komórek w badanej populacji należy wyrazić jako zawartość żywych komórek [%] w badanej populacji komórek. Zakres materiału, który należy przygotować do ćwiczeń: 1. Transport przez błonę komórkową. 2. Testy witalności - rodzaje, zastosowanie, ograniczenia. 3. Barwniki stosowane do wizualizacji struktur w komórkach żywych i utrwalonych. 6